Procedimiento para el uso de autoclave

 ->Preparación de la autoclave:

      

     1-Llenar el depósito de la autoclave con agua hasta la medida que nos indique. 

    2-Colocar el material en las rejillas. 

    3-Cerrar la tapa de forma hermética.  

    4-Comprobamos si esta enchufado, y la encendemos.

    5-Marcamos la presión y temperatura deseada. Se inicia el proceso.     
    6-Después de varios minutos cerrar la llave de aire.   

    7-Hasta pasados 30 min no podemos abrir la tapa de la autoclave. 

    8-Abrir la llave de vapor.      

    9-Esperar a que el material se enfríe.    

-Consideraciones de seguridad:

    No meter el material cerrado completamente, ya que se nos puede romper.

    

    Cerrar muy bien la tapa.

    Hasta que no este la presión totalmente a 0, no abrir la tapa.

    El agua debe estar al mismo nivel que la rejilla de abajo.

        

Siembra por agotamiento en estría

27 de Noviembre 2018

Siembra por agotamiento en estría

-Objetivo:

Realizar la siembra de muestras microbianas con distintas técnicas de siembra. Para conseguir el aislamiento de bacterias en cultivos primarios.

-Fundamento:

Esta técnica  se basa en descargar totalmente el inóculo cargado en un asa de siembra  (agotamiento de asa) a lo largo de toda la superficie del medio, de manera que la concentración de muestra en distintas zonas de la placa va disminuyendo a medida que se va agotando el material del asa. Así, tras la incubación, en la misma placa habrá zonas con distinta densidad de crecimiento.

-Materiales:

->Papel de filtro

->Mechero Bunsen

->Placas de Petri con cultivo

->Muestra de biota (oreja)

->Gradilla

->Varilla de platino

->Mechero

-Procedimiento:

     1- Encender el mechero bunsen.

2- Esterelizar el asa de siembra.

3- Abrir el bote de cultivo y flamear la boca del bote.

4- Coger con el asa de siembra una muestra del cultivo.

5- Volver a flamear la boca del bote del cultivo y cerrarlo.

6- Abrir la placa y sembrar en forma de estría.

7- Cerrar la placa y esterilizar el asa de siembra.

8- Volver a sembrar cogiendo un poco de muestra de la estría anterior.

9- Volver a esterilizar el asa de siembra.

10- Volver a sembrar cogiendo parte de la última estría y sembrando en estría más grandes.

11- Volver a esterilizar el asa de siembra y cogiendo parte de la estría anterior sembramos en estría bastante abiertas en el centro de la placa.

12- Dejar incubar a 37ºC durante 24-48 h

13- Esterilizar el asa y recoger el material.

14- Limpiar la zona de trabajo con alcohol y lejía.

-Resultados:

Esta foto es de acabar de hacer la práctica.

Después de haber estado incubando, el resultado de la siembra :)

-Consideraciones de seguridad:

    No hablar mientras estemos realizando la práctica, eso puede provocar que contaminemos la muestra. 

    Llevar siembre los EPIs correctos.

    Respetar correctamente los tiempos de incubación y la temperatura a la que deben estar.

    Tener los mecheros separados unos de otros.

-Bibliografía:

https://microbioligiabohio.wordpress.com/2017/11/03/practica-8-siembra-por-agotamiento-de-asa/ 

https://www.google.es/search?q=siembra+por+agotamiento+de+asa&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ved=0ahUKEwi28bmU7_7eAhXCIcAKHR1RC50Q_AUIDigB&biw=1366&bih=608#imgrc=4GhqYmzYARXmxM: 

https://www.google.es/search?

biw=1366&bih=608&tbm=isch&sa=1&ei=oZ4CXLT5A82tgAa_66m4DA&q=alcohol+y+lej%C3%ADa+laboratorio&oq=alcohol+y+lej%C3%ADa+laboratorio&gs_l=img.3...45687.48990..49221...1.0..0.515.1610.10j2j5-1......1....1..gws-wiz-img._DOHJ7_7VGg#imgrc=Qq4fd0VpMEMp8M: 

Siembra asa desechable

18 de Diciembre 2018

Siembra por agotamiento con asa desechable

-Objetivo: Realizar la siembra de muestras microbianas con distintas técnicas de siembra. Para conseguir el aislamiento de bacterias en cultivos primarios.

-Fundamento: Esta técnica  se basa en descargar totalmente el inóculo cargado en un asa de siembra  (agotamiento de asa) a lo largo de toda la superficie del medio, de manera que la concentración de muestra en distintas zonas de la placa va disminuyendo a medida que se va agotando el material del asa. Así, tras la incubación, en la misma placa habrá zonas con distinta densidad de crecimiento.

-Materiales:

-> Papel de filtro

-> Mechero Bunsen

-> Mechero

-> Asa de siembra desechable

-> Portaobjetos

-> Suero fisiológico

-> Placas de Petri

-> Muestra

-Procedimiento:

     1- Realizamos una tinción de gram, para observar que vamos a sembrar.

 

(Esto es un resumen de la tinción de gram, no he puesto el protocolo ya que más abajo tenemos la práctica explicada con detalle)

         2- Cogemos una muestra muy pequeña de una colonia de la siembre realizada la semana anterior.

           3- Realizar la siembra de estría de forma que no toquemos la estría anterior.

4- Desinfectar la zona de trabajo con lejía y alcohol.

-Resultados:

         El resultado de la tinción fue el siguiente:

                       

-Consideraciones de seguridad: 

      A la hora de realizar la siembra no debemos tocar la estría que hemos hecho anteriormente, ya que nuestro objetivo es soltar toda la muestra que tenemos en el asa de siembra.

      Es importantísimo el mechero ya que a la hora de sembrar debemos de tener un ambiente estéril y así evitar que se nos contamine la placa de Petri.

      ¡ROTULAR SIEMPRE EL MATERIAL QUE VAMOS A UTILIZAR!

-Bibliografía:

Fotos tomadas de clase

Urocultivo

29 de Enero 2019

Urocultivo

-Objetivo: 

Es una prueba (análisis) de laboratorio, que tiene como finalidad detectar la presencia de microorganismos infecciosos, fundamentalmente bacterias y hongos, en la orina de las personas.

-Fundamento:

El urocultivo es el cultivo de orina para diagnosticar infección sintomática del tracto urinario o infección asintomática (bacteriuria asintomática) en pacientes con riesgo de infección. Está basada en la presencia de un número significativo de bacterias (generalmente >100.000 bacterias/ml.) 

La piuria, junto con la bacteriuria, es un dato muy importante para el diagnóstico de infección del tracto urinario, ya que prácticamente está presente en todas las infecciones urinarias. Una excepción es la bacteriuria asintomática en la que la piuria puede estar ausente.

-Materiales:

->Asa desechable (1 y 10 microlitros)

->Papel de filtro

->Mechero bunsen

->Mechero

->Medio CLED

-Procedimiento:

      1- Coger 10 militros de muestra y echarlos en un tubo estéril.

      2- Encender el mechero.

3- Coger un poco de muestra con una asa de 1 micro litro.

4- Sembrar en el medio CLED.

5- Sembrar otra placa con el asa de 10 microlitros.

-Resultados:

Escherichia coli       Colonias amarillas, opacas, medio de color amarillo.

 Klebsiella, Enterobacter    Colonias de color amarillo o blanco azulado,  medio de  color amarillento.

Proteus     Colonias de color azul traslúcido; medio de color azul o verdoso.

Pseudomonas aeruginosa    Colonias de color verde con superficie característicamente mate y bordes irregulares; medio de color azul.

 Enterococos    Colonias amarillas pequeñas, aproximadamente de 0,5 mm de diámetro; medio de color amarillo.

Staphylococcus aureus Colonias de color amarillo intenso y uniforme.

-Observaciones:

     La estría realizada para el cultivo CLED es la siguiente:

           Realizar una línea vertical hasta la mitad de la placa. Posteriormente hacer estrías abiertas desde el principio de la línea hasta el final de la misma.

-Consideraciones de seguridad:

    Debemos tener cuidado a la hora de usar el asa desechable de 1 microlitros porque es muy fina y se nos puede doblar. Siempre tener encendido el mechero para que se conserve el ambiente estéril.

¡MUY IMPORTANTE ROTULAR LA PLACA!

-Conclusión:

    La estría me salió bastante bien para ser la primera vez que la hacía. Cuando acabamos de realizar esta práctica y observamos lo que había crecido, realizamos una tinción de gram (práctica realizada anteriormente) para ver que tipo de bacterias eran gram+ o gram-. Cuyo resultado fue el siguiente:

-Bibliografía:

https://www.google.com/search?q=tubos+esteriles&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ved=0ahUKEwi7t4DBwK7gAhVMrxoKHRscAWoQ_AUIDigB&biw=1366&bih=608#imgdii=eaY6DKntaWKCJM:&imgrc=B-XVmO11R715tM: 

https://www.google.com/search?q=medio+cled+urocultivo&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ved=0ahUKEwij74bewq7gAhWJyYUKHTIVBtEQ_AUIDigB&biw=1366&bih=608#imgrc=748rMUc-xI1GDM: 

https://www.bd.com/resource.aspx?IDX=8758 

     

Chromeagar Ori

29 de Enero 2019

Chromeagar Ori

-Objetivo:

    Es un medio de cultivo utilizado para las gram +.

-Fundamento:

 Es un medio no selectivo para el aislamiento, la identificación directa, la diferenciación y el recuento de patógenos de las vías urinarias. CHROMagar Orientation Medium permite la diferenciación e identificación de Escherichia coli y Enterococcus sin pruebas de confirmación. 

-Materiales:

->Papel de filtro

->Mechero bunsen

->Mechero

->Asa de platino

->Medio Chromeagar Ori

-Procedimiento:

    1- Encender el merchero Bunsen.

2- Esterilizar el asa de siembra.

3- Realizar un siembra de estría normal (4 estrías tocando un poco de la última)

4- Volver a esterilizar el asa de siembra.

5- Incubar la placa y mirar los resultados a las 24h.

-Resultados:

-Observaciones:

    En esta práctica realizamos la siembra como la realizada en las práctica que están en las entradas anteriores.

    HAY QUE ESTERILIZAR EL ASA DE SIEMPRE DESPUÉS DE REALIZAR CADA ESTRÍA.

     

-Consideraciones de seguridad:

    El mechero siempre encendido, a la hora de encenderlo QUITAR el guante, ya que puede ser que se derrita y nos provoque una quemadura.

      ¡ROTULAR EL MATERIAL SIEMPRE!

    No hablar cuando estamos sembrando. ya que podemos contaminar la muestra.

-Conclusión:

    Obtuvimos un buen resultado en esta práctica ya que como se puede ver en la foto de arriba, se pueden observar bastante bien las colonias.

     Seguimos realizando prácticas para poder averiguar que bacterias es.

-Bibliografía:

Fotos tomadas de clase.

Catalasa

30 de Enero 2019

Prueba de catalasa

-Objetivo:

    Es un tipo de prueba que se realiza para saber si estamos trabajando con  Streptococcus y Staphylococcus. Ambos tipos de bacterias son cocos gram positivos.

-Fundamento:

La catalasa hidroliza  el peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno gaseoso,que se libera formando burbujas.El objetivo principal de la prueba consiste en añadir peróxido de hidrógeno a una colonia bacteriana y observar si forma burbujas.

-Materiales:

->Papel de filtro

->Mechero bunsen

->Agua oxigenada

->Medio Chromeagar Ori

->Asa de siembra

->Mechero

->Tubos de plástico

-Procedimiento:

1- Encender el mechero y esterilizar el asa de siembra.

2- Llenar el tubo hasta la mitad de agua oxigenada.

3- Coger una colonia del medio de cultivo ORI.

4- Introducir la colonia en el tubo con agua oxigenada.

5- Observar el resultado.

-Resultado:

El resultado fue negativo, por lo que no formó búrbujas.

              Si no aparecen burbujas, la colonia es una especie Streptococcus.

-Observaciones:

    Cogemos una solo colonia del medio Orin, ya que con poca cantidad nos vale para realizar esta práctica sin problema.

-Consideraciones de seguridad:

Mantener el ambiente estéril siempre, para no contaminar nada, Aunque en esta práctica no sería necesario.

Quitar el guante siempre antes de encender el mechero.

¡ROTULAR LOS TUBOS Y PLACAS SIEMPRE!

-Conclusión:

   Con esta práctica fuimos sospenchando de que podría ser Streptococcus. Ya que la calatasa nos salió negativo.

-Bibliografía:

Fotos tomadas de clase

http://www.vivo.colostate.edu/hatosano/topics/catalase.html